Parte del pilar de tecnología TAAG. Complementa Ampliora, Elevia y Specio y cómo elegir un kit de TAAG.
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Una ficha técnica es un contrato de alcance
Antes de comprar o implementar un kit de PCR, el laboratorio recibe una ficha técnica con una docena de campos: formato, contenido, canales de fluorescencia, tiempos, sensibilidad, matrices, equipos compatibles, conservación y, a veces, una certificación. Es la descripción de las condiciones en las que el fabricante demostró que el método funciona. Fuera de ellas, el resultado ya no está respaldado por la validación.
Este artículo recorre esos campos con ejemplos reales del catálogo de TAAG, aplicables a la ficha de cualquier proveedor. Las diferencias entre líneas están en Ampliora, Elevia y Specio y la elección por industria en cómo elegir un kit de TAAG.
Formato y contenido: qué trae la caja
En la ficha de Ampliora 1.1 Salmonella spp. (código V-SF97), el formato declarado es SPID, para 96 reacciones, y el contenido es de 12 tiras de PCR precargadas, un tubo de control positivo de 100 µL y un tubo de control negativo de 352 µL. Specio 4.1 (V-SF95) se presenta en 480 reacciones, con 60 tiras precargadas y cinco tubos de cada control.
Conviene revisar dos cosas:
- Qué viene incluido y qué no. Lo que no está en la caja (medio de enriquecimiento, kit de extracción) forma parte igual del método. La ficha de Ampliora 1.1 asocia como productos relacionados el medio Augmentis 14 Universal Gram negative, el kit de extracción Nucleia 2 Tez-Q Plus y el kit de muestreo Collectio 1 NeutroSampling. Reemplazarlos cambia el protocolo evaluado.
- Los controles. Permiten saber si la corrida fue válida, como se explica en controles de una PCR.
Química de detección y canales de fluorescencia
Sondas o fluoróforo intercalante
El campo de química indica cómo se genera la señal. Las fichas de Ampliora declaran sondas fluorescentes: un oligonucleótido marcado que se hibrida dentro de la secuencia blanco y genera señal a medida que el producto se acumula. Holland y colaboradores describieron en 1991 este tipo de detección específica durante la amplificación. Las fichas de Specio, en cambio, declaran un fluoróforo intercalante, que se une a cualquier ADN de doble cadena. Por eso esos kits agregan un análisis de curva de melting: según Ririe, Rasmussen y Wittwer (1997), la forma y la posición de esa curva dependen del contenido de GC, el largo y la secuencia del producto, y permiten distinguir productos cuyas temperaturas de melting difieren en menos de 2 °C.
Qué significan FAM, HEX, ROX o Cy5
Son los nombres de los fluoróforos, y cada uno se lee en un canal óptico distinto del termociclador. Un kit con sondas asigna un canal a cada blanco y, cuando lo incluye, otro a un control. Algunos ejemplos literales del catálogo:
- Ampliora 1.1 Salmonella spp.: FAM y HEX.
- Ampliora 3.5 (Salmonella spp., L. monocytogenes y Listeria spp.): FAM, HEX, ROX y Cy5.
- Ampliora 3.9 (STEC, E. coli O157:H7 y Salmonella spp.): FAM, HEX, ROX, Cy5 y Cy5.5.
- Specio 4.1 (Salmonella spp., L. monocytogenes, E. coli y S. aureus): solo FAM, porque la diferenciación la hace la curva de melting y no el color.
La pregunta práctica es si tu equipo lee esos canales. En un kit de un solo blanco con dos canales, como Ampliora 1.1, la ficha o el inserto deben indicar qué canal corresponde al microorganismo y cuál a un control.
Termocicladores compatibles
Este campo dice en qué equipos se verificó el desempeño. Un kit multiplex depende de que el equipo tenga un canal óptico para cada fluoróforo: Ampliora 3.9 usa cinco, de modo que el termociclador debe leer los cinco, y su ficha declara el Bio-Rad CFX96.
El catálogo de TAAG tiene un caso que muestra por qué este campo importa. Ampliora 3.5 (V-SF59) declara Agilent AriaMx y Bio-Rad CFX96, además de Open qPCR, con FAM, HEX, ROX y Cy5. Ampliora 3.5R (V-SF74) busca los mismos tres microorganismos, pero declara el QuantStudio 5 Real-Time PCR System y usa FAM, VIC, ROX, TAMRA y Cy5, con un tiempo de PCR de 110 minutos en lugar de 100. Es el mismo panel adaptado a otra plataforma: no se intercambian.
Si el termociclador del laboratorio no figura en la ficha, ese uso no está validado y hay que pedir la evidencia al fabricante.
Tiempo de PCR y tiempo de incubación: no son lo mismo
El tiempo de PCR es el que menos dice sobre cuándo llega el resultado. En la ficha de Ampliora 1.1 figura un tiempo de PCR de 100 minutos y, en el campo de incubación, un guion. No es que no haya enriquecimiento: el kit de PCR no lo incluye. El enriquecimiento está en la ficha del medio asociado, Augmentis 14 Universal Gram negative, que declara 24 ± 2 horas de incubación. El medio Augmentis 91 BPW, asociado a Ampliora 3.9, declara 24 ± 2 horas en general y al menos 8 horas para muestras de cacao.
Para estimar el tiempo hasta el resultado hay que sumar al menos tres fichas: la del medio, la del kit de extracción y la del kit de PCR, más el tiempo de manipulación. Los tiempos de PCR del catálogo van de 80 minutos (Ampliora 4.7 Low-pH Microorganisms) a 120 minutos (por ejemplo, los kits de Specio); Elevia 1.1, sobre RNA, declara 95 minutos, igual que Ampliora 2.3.
Sensibilidad: qué significa "1 UFC/25 g"
La sensibilidad de un kit cualitativo casi siempre se expresa referida a una porción analítica: Ampliora 1.1, Ampliora 3.5 y Specio 4.1 declaran 1 UFC/25 g en alimentos; Ampliora 3.9 y Elevia 1.1, 1 UFC/375 g. Para superficies, las fichas de Ampliora 1.1, Ampliora 3.5, Specio 4.1 y Elevia 1.1 expresan la sensibilidad por muestra: 1 UFC/muestra. No significa que la PCR detecte una célula en el tubo, sino que el protocolo completo, enriquecimiento incluido, la detecta partiendo de esa contaminación en esa porción. Por eso 375 g y 25 g no son comparables sin mirar el protocolo de enriquecimiento de cada uno.
Algunas fichas separan dos sensibilidades. Ampliora 4.3 Yeast declara 1x10⁰ UFC/mL en muestra enriquecida y 1x10³ células/mL en muestra directa: son dos cifras distintas que no deben confundirse. Y los paneles WaterScan expresan su sensibilidad como un rango, de 5x10⁰ a 5x10¹ UFC/mL.
LOD, LOD50 y RLOD
En un método cualitativo, la detección a niveles muy bajos es probabilística: con pocas células por porción, algunas porciones las contienen y otras no. ISO 16140-2 compara el nivel de detección del método alternativo con el del método de referencia mediante el RLOD, que define como el cociente entre ambos LOD. El estudio usa muestras contaminadas artificialmente en al menos tres niveles; el nivel bajo idealmente se ubica en el nivel teórico de detección, 0,7 UFC por porción, y debe dar entre 25 % y 75 % de positivos con el método de referencia. El límite de aceptabilidad es 1,5 en estudios pareados y 2,5 en no pareados; un LOD menor que el de referencia siempre se acepta. AOAC, por su parte, expresa el desempeño como probabilidad de detección (POD): la proporción de resultados positivos para una matriz y un nivel de analito dados. El LOD50 y su incertidumbre se desarrollan en límite de detección y LOD50.
Inclusividad y exclusividad: la especificidad en números
Una ficha puede decir "detección de Salmonella spp.", pero esa frase se apoya en un estudio concreto:
- Inclusividad. La capacidad del método de detectar el microorganismo blanco en una amplia gama de cepas. ISO 16140-2 exige al menos 50 cultivos puros del blanco y, para métodos de Salmonella, al menos 100 cultivos de serotipos distintos. Cada cepa se inocula a un nivel de 10 a 100 veces el nivel mínimo de detección del método y se procesa con el protocolo completo, incluido el enriquecimiento.
- Exclusividad. La ausencia de interferencia de cepas no blanco relevantes. ISO 16140-2 exige al menos 30 cultivos puros no blanco. AOAC la define como un estudio con cepas no blanco potencialmente reactivas que no deben ser detectadas.
La norma pide además elegir las cepas según el principio de medición del método. Al leer una ficha, la pregunta útil es con cuántas cepas y serotipos se demostró la detección y contra qué no blancos. Ese dato suele estar en el informe de validación, no en la ficha resumida, y es razonable pedirlo.
Matrices validadas: el campo que define el alcance real
Las matrices de las fichas de TAAG son concretas. Ampliora 1.1 declara muslo de pollo crudo, hamburguesa de res congelada, salchicha (longanicilla), mortadela y superficie. Ampliora 3.9 declara repollo, lechuga, espinaca, una mezcla de hojas verdes (lechuga, repollo y espinaca en partes iguales) y carne molida de res cruda (80 % magra). Specio 4.1 lista una larga serie de alimentos preparados, cárnicos, lácteos, huevo líquido pasteurizado y superficies vivas e inertes, y tiene como matrices AOAC superficies de acero inoxidable, leche líquida pasteurizada 2 % grasa y hortaliza de hoja (lechuga). Elevia 1.1 declara chocolate con relleno tipo avellana, chocolate con relleno tipo leche, barra de chocolate con maní, crema de avellana y cacao, carne entera, carne molida de res (90 % magra), alimento balanceado en pellets, huevo líquido pasteurizado y superficies de acero inoxidable.
Esto importa por dos razones. La primera es la inhibición: una revisión del Instituto Federal Alemán de Evaluación de Riesgos (Schrader y colaboradores, 2012) describe que las sustancias inhibidoras presentes en la muestra pueden reducir la sensibilidad de la PCR o producir falsos negativos, y que algunas son propias de ciertos tipos de muestra, lo que obliga a protocolos de extracción específicos por matriz. La segunda es la flora acompañante y el estado de las células: ISO 16140-2 pide que una validación incluya productos con flora de fondo alta y baja, distintos estrés de proceso y productos crudos.
La norma también fija el alcance: si un método se declara para una "amplia gama de alimentos", deben estudiarse al menos cinco categorías, con al menos tres tipos por categoría. El Reglamento (CE) 2073/2005 admite métodos alternativos validados frente al de referencia y, si son propietarios, certificados por un tercero según ISO 16140 u otros protocolos internacionales similares. Si tu producto no aparece entre las matrices, la ficha no dice que el kit falle: dice que nadie lo demostró todavía. La verificación en el propio laboratorio, según ISO 16140-3, se explica en validación y verificación de métodos.
Conservación y vida útil
Todos los kits de PCR del catálogo de TAAG se conservan entre -25 °C y -15 °C. La vida útil declarada es de 9 meses para la mayoría (por ejemplo, Ampliora 1.1, Ampliora 3.9 y Specio 4.1) y de 6 meses para los kits de Elevia. Los medios tienen condiciones propias: Augmentis 14 se conserva entre 2 °C y 25 °C con 6 meses de vida útil, y Nucleia 2 Tez-Q Plus entre 2 °C y 25 °C con 12 meses. La vida útil más corta del conjunto condiciona las compras.
Certificaciones y versión de la ficha
Ampliora 3.9 declara "Certified by AOAC by extension of License Number 032501" y Specio 4.1, "Certified by AOAC by extension of License Number 072101". La ficha de Elevia 1.1 publicada en taag.bio agrega "Certified by AOAC by extension of License Number 072601", con un alcance PTM de chocolate 62 % cacao, licor de cacao, leche en polvo descremada y maní (375 g cada uno) y superficies de acero inoxidable de 100 cm², sin el protocolo "zero". El alcance certificado y la lista de matrices validadas son campos distintos y no tienen por qué coincidir. La palabra "extensión" indica que se amplió el alcance de una licencia existente, y cada certificación cubre las matrices y blancos evaluados en ese estudio, como se explica en qué es la certificación AOAC-PTM. En una auditoría hay que cruzar el número de licencia, las matrices certificadas y la matriz real del laboratorio.
Las fichas también tienen número y fecha de revisión. La de Ampliora 1.1, por ejemplo, va en su revisión 4, del 7 de octubre de 2025. Conviene archivar la versión vigente junto con los registros de verificación.
Qué kits y tecnología de TAAG aparecen en este artículo
Ampliora 1.1 Salmonella spp. (V-SF97) y Ampliora 3.9 (V-SF68) son PCR en tiempo real con sondas fluorescentes diseñadas con Mila; Specio 4.1 (V-SF95) usa fluoróforo intercalante con curva de melting interpretada con KAi; Elevia 1.1 Salmonella spp. (V-PAT04) es RT-qPCR sobre RNA con tecnología AiGOR. En los cuatro casos, la ficha indica que el software TxA interpreta las curvas de forma automática. Si la matriz o el equipo del laboratorio no coinciden con los declarados, corresponde verificar antes de usar el resultado.
Conclusión
La ficha técnica de un kit de PCR describe las condiciones en que el método fue demostrado: con qué medio y qué extracción, en qué equipo y con qué canales, para qué porción y qué matrices, y con qué estudio de inclusividad, exclusividad y nivel de detección. Leerla bien significa separar el tiempo de PCR del tiempo total, entender que la sensibilidad se refiere a una porción y a un protocolo completo, y cruzar las matrices y la certificación con lo que el laboratorio realmente analiza. Cuando algo no coincide, la ficha no dice que el kit falle, sino que hace falta verificarlo antes de decidir con su resultado.
Sobre TAAG
Revisa con TAAG la ficha técnica de Ampliora 1.1 Salmonella spp., Ampliora 3.9 o Specio 4.1 frente a tu matriz y tu termociclador.
Preguntas frecuentes
¿El tiempo de PCR de la ficha es el tiempo total hasta el resultado?
No. El tiempo de PCR corresponde solo a la corrida en el termociclador. Al tiempo total hay que sumarle el enriquecimiento, que figura en la ficha del medio de cultivo (por ejemplo, 24 ± 2 horas en Augmentis 14 Universal Gram negative), la extracción y la manipulación.
¿Qué significa una sensibilidad de 1 UFC/25 g?
Que el protocolo completo, con su enriquecimiento, detecta el microorganismo partiendo de esa contaminación en una porción de 25 g. No quiere decir que la PCR detecte una sola célula en el tubo, y la detección a niveles tan bajos es probabilística, por lo que las normas la evalúan con LOD50, RLOD o POD.
¿Qué es la inclusividad y la exclusividad de un kit?
La inclusividad es la capacidad de detectar el microorganismo blanco en muchas cepas distintas; ISO 16140-2 exige al menos 50 cepas, y 100 serotipos en el caso de Salmonella. La exclusividad es que el método no responda a cepas no blanco relevantes; la norma exige al menos 30.
¿Puedo usar un kit en una matriz que no figura en la ficha?
Puedes, pero ese uso no está respaldado por la validación del fabricante. Antes de usar el resultado para decidir, el laboratorio debe verificar el método en su matriz, por ejemplo según ISO 16140-3, porque la inhibición de la PCR y la flora acompañante cambian de un alimento a otro.
¿Un kit funciona en cualquier termociclador de tiempo real?
No necesariamente. El equipo debe leer los canales de fluorescencia que usa el kit y estar entre los equipos en que se verificó el desempeño. En el catálogo de TAAG, Ampliora 3.5 y Ampliora 3.5R buscan los mismos microorganismos pero declaran plataformas y fluoróforos distintos.